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unilogo Universität Stuttgart
Institut für Wasser- und Umweltsystemmodellierung - IWS

Forschung: Versuchsanstalt für Wasserbau

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Forschungsschwerpunkt:
Umweltsysteme

Zusammenfassung:

In der Erforschung der Umweltsysteme arbeiten verschiedene Fachdisziplinen aus den Bereichen der Ingenieurwissenschaften, Mikrobiologie und Chemie zusammen. U.a. wird die Biostabilisierung von Sedimenten in Fliessgewässern untersucht. Hier liegen die Kernfragen unserer Forschung zum einen in den saisonalen und räumlichen Veränderungen der Biostabilisierung von Feinsedimenten in Flüssen und Stauräumen, zum anderen im mikrobiologischen Einfluss auf die Charakteristika von erodierten Sedimentflocken und ihren weiteren Transport im Fließgewässer. Des Weiteren wird die grundlegende Rolle und Bedeutung der Mikroorganismen in der Biostabilisierung (von Taxa bis Artenniveau) untersucht sowie der wechselseitige Einfluss von Hydrodynamik und Topographie sowie Architektur von Biofilm. Alle vorgenannten Erkenntnisse sollen helfen, mikrobiologischen Einfluss in numerischen Sedimenttransportmodellen zu implementieren.
Biostabilisierung
Bild 1: Darstellung zur Bedeutung der mikrobiellen Biostabilisierung in jedem Teilaspekt des Kreislaufs der feinen Sedimente: mikrobielle Aktivität „klebt“ die Sedimentpartikel zusammen und erhöht deren Stabilität gegenüber Erosionskräften aber verändert auch die Charakteristika aufgewirbelter Sedimentflocken und damit deren Transport- und Despositionsverhalten. Während der Konsolidierung verändert sich die biologische Matrix derart dass die Stabilität zumeist weiter erhöht wird.
Quelle: Gerbersdorf und Wieprecht, Geobiologie, 2015.

Der Forschungsbereich Biostabilisierung von Sedimenten hat eine einmalige Versuchseinrichtung für das Wachstum von Biofilmen unter kontrollierten naturnahen Randbedingungen (z.B. Licht, Temperatur, Hydrodynamik) zur Verfügung (erbaut durch die Förderung der DFG, Projekt GE 1932/3-1). Diese Einrichtung besteht aus 6 identischen aber separat gefahrenen (= echte Replikate) Fließrinnen, von denen jeweils 3 in einem Container untergebracht sind (Bild 2). Der Maßstab der Rinnen ist in der Biofilm-Forschung etwas Besonderes, genauere Details sind in folgenden Publikationen zu finden:
Schmidt et al., ESEU, 2015 und Thom et al., Wasserwirtschaft 6, 2012
Fliessrinnen (A) Fliessrinne(B)
Bild 2 A und B: Fließrinnen in einem Container für den naturnahen aber kontrollierten Aufwuchs von Biofilmen auf verschiedenen Substraten (A)
sowie eine Aufsicht auf die (herausnehmbaren) Schälchen mit Biofilmaufwuchs im Testbereich einer Fließrinne (B).

Die AG Biostabilisierung untersucht im Einzelnen folgende Aspekte/Schwerpunkte:
  • Biofilm Gemeinschaft
  • Biofilm Matrix
  • Biofilm-induzierte Adhäsion und Stabilität von Feinsedimenten
  • Biofilm-veränderte Flocken des aufgewirbelten Feinmaterials


  • I. Biofilm Gemeinschaft


    Mikrobielle Biofilme entstehen durch die Besiedlung von Oberflächen mittels Konditionsfilm. Sukzessive siedeln dann Bakterien gefolgt von Protozoen und Mikroalgen. Die Bakteriengemeinschaft wird in Kooperation mit Herrn Prof. Werner Manz, Universität Koblenz-Landau, Institut für Integrierte Naturwissenschaften, mit Herrn PD Dr. Michael Schweikert aus dem IBBS (Institut für Biomaterialien und biomolekulare Systeme, Universität Stuttgart) sowie mit der Arbeitsgruppe von Frau Prof. Dr. Ursula Obst (KIT, Institut für Funktionelle Grenzflächen) mittels molekulargenetischer Methoden (PCR, FISH, DGGE) untersucht.

    Biofilm
    Bild 3: Diese Grafik illustriert das „multikulturelle“ Leben im Biofilm der aus heterotrophen Bakterien, Cyanobakterien, Diatomeen (=Kieselalgen), Grünalgen, Pilzen und Protozoa (=Einzeller wie Flagellaten/Geißeltierchen und Ciliaten/Wimperntierchen) besteht.
    Quelle: Gerbersdorf und Wieprecht, Geobiology, 2015.
    Mikroalgen im Biofilm sind hauptsächlich durch Kieselalgen (Diatomeen) vertreten, welche in Kooperation mit dem Labor von Frau Dr. Lydia King, Freiburg, qualitativ und quantitativ bis auf Artniveau bestimmt werden. Blaualgen (Cyanobakterien) werden in Zusammenarbeit mit der AG Prof. Dr. Dan Dietrich, Universität Konstanz, Human und Umwelttoxikologie untersucht.
    DGGE Gel einer natürlichen aquatischen Biofilm-Bakteriengemeinschaft
    Bild 4: DGGE Gel einer natürlichen aquatischen Biofilm-Bakteriengemeinschaft (aus dem Fluss Enz, Baden-Württemberg). Aus den Bandenmustern können ökologisch relevante Parameter abgeleitet werden: Diversität, Spezialisierungsgrad und Kapazität des Lebensraumes.
    Foto: Holger Schmidt
    Diatomeen
    Bild 5: EM (Elektronen Mikroskopie) Aufnahme benthischer Diatomeen, wobei u.a. gezeigt wird wie sich Achnanthidium minutissimum mittels kleiner „Stiele“ am Substrat fest anheftet.
    Foto: Dr. Lydia King.




    II. Biofilm Matrix

    Die wichtigsten Komponenten der Biofilm Matrix sind neben Wasser (>90%) vor allem extrazelluläre DNA, verschiedene Zucker und Proteine sowie Lipide und alle denkbaren Kombinationen wie beispielsweise Glykoproteine. Diese werden unter dem Begriff „extrazelluläre polymere Substanzen oder EPS“ zusammengefasst; extrazellulär deshalb weil sie aktiv von den Mikroorganismen ausgeschieden werden, also keine Bestandteile der Zelle selbst sind. Die EPS müssen daher vorsichtig von den Zellen und anderen Bestandteilen im Sediment abgetrennt werden. Daher wählen wir in unserem Labor eine relativ „sanfte“ Methode der Extraktion mittels CER = Cation Exchange Resin. Anschließend erfolgt im zentrifugierten Überstand eine photometrische Bestimmung und quantitative Erfassung der wichtigsten EPS Komponenten. Dazu hat die AG ein eigenes Nasslabor.
    (A) (B)
    Bild 6: LTSEM (Low Temperature Scanning Electron Microscopy) Bild: „Verklebung von Glasperlen durch Biofilmbewuchs (A – Glasperlen vor
    dem Bewuchs, B nach einigen Tagen Bewuchs).
    Quelle: H. Lubarsky, C. Hubas, M. Chocholek, F. Larson, W. Manz, D.M. Paterson, und S.U. Gerbersdorf, PLoS One, 2010.


    III. Biofilm-induzierte Adhäsion und Stabilität von Feinsedimenten

    Die Anheftung von Mikroorganismen an Sedimentpartikel und deren Verklebung durch die mikrobiell ausgeschiedene polymere Matrix wird mittels MagPI (Magnetic Particle Induction), einem elektromagnetischem Verfahren, gemessen.

    Bild 7: Schematischer Aufbau eines Elektromagneten (links) sowie eines Permanentmagneten (rechts). Ferromagnetische Partikel werden auf den Biofilm aufgestreut (Mitte) und mittels magnetischer Anziehung hochgehoben. Die Stärke die es braucht die Partikel anzuziehen ist direkt proportional zur Adhäsion des Biofilms. Quelle: F. Larson, H. Lubarsky, S.U. Gerbersdorf, und D.M. Paterson, L&O Methods, 2009.


    Des Weiteren wird die durch diese Verklebung erhöhte Stabilität von Feinsedimenten in der SETEG (Strömungskanal zur Ermittlung der tiefenabhängigen Erosionsstabilität von Gewässersedimenten) Rinne unter steigenden Schubspannungen bestimmt. Gleichzeitig kann das dort eingebaute SEDCIA (Sediment Erosion Rate Detection by Computerized Image Analysis) System über die Deformation von Laserlinien Aussagen zur Erosionsrate treffen (siehe auch Forschungsschwerpunkt MMM ).


    IV.Biofilm-veränderte Flocken des aufgewirbelten Feinmaterials

    Kommt es zur Erosion, werden die Feinpartikel nicht entsprechend ihrer mineralischen Ursprungsgröße abgelöst sondern in verklebten Verbänden, die aus mineralischen Komponenten und toter sowie lebender organischer Matrix bestehen, den sogenannten Flocken. Die Erosion und das „Auffangen“ dieser Flocken erfolgt im Gust Mikrokosmos (Bild 8).
    Bild 8: Gust Mikrokosmos. Mittels einer Rührscheibe und gleichzeitig abgestimmter Pumpaktivität wird hier ein homogenes Schubspannungsfeld erzeugt und somit wird das Sediment gleichmässig erodiert wenn die kritische Schubspannung erreicht ist. Weitere technischen Details/Angaben in: Gust 1990, Gust und Müller 1997.
    Bild 9: Bildaufnahmen der einzelnen Flocken und deren Charakteristika durch CCD Kamera während des Absinkens der erodierten Sedimentpartikel. Quelle: Master Thesis Titus Kimani Githua.



    Das erodierte aufgefangene Sediment wird in einen Absinkzylinder überführt und dort werden die Flockencharakteristika mittels Videokamera festgehalten (Bild 9) und später durch einen selbstentwickelten Matlab Code (Master Thesis: Daniela Santolamazza, 2013) ausgewertet.

    Zugeordnete Forschungsprojekte: